авторефераты диссертаций БЕСПЛАТНАЯ  БИБЛИОТЕКА

АВТОРЕФЕРАТЫ КАНДИДАТСКИХ, ДОКТОРСКИХ ДИССЕРТАЦИЙ

<< ГЛАВНАЯ
АГРОИНЖЕНЕРИЯ
АСТРОНОМИЯ
БЕЗОПАСНОСТЬ
БИОЛОГИЯ
ЗЕМЛЯ
ИНФОРМАТИКА
ИСКУССТВОВЕДЕНИЕ
ИСТОРИЯ
КУЛЬТУРОЛОГИЯ
МАШИНОСТРОЕНИЕ
МЕДИЦИНА
МЕТАЛЛУРГИЯ
МЕХАНИКА
ПЕДАГОГИКА
ПОЛИТИКА
ПРИБОРОСТРОЕНИЕ
ПРОДОВОЛЬСТВИЕ
ПСИХОЛОГИЯ
РАДИОТЕХНИКА
СЕЛЬСКОЕ ХОЗЯЙСТВО
СОЦИОЛОГИЯ
СТРОИТЕЛЬСТВО
ТЕХНИЧЕСКИЕ НАУКИ
ТРАНСПОРТ
ФАРМАЦЕВТИКА
ФИЗИКА
ФИЗИОЛОГИЯ
ФИЛОЛОГИЯ
ФИЛОСОФИЯ
ХИМИЯ
ЭКОНОМИКА
ЭЛЕКТРОТЕХНИКА
ЭНЕРГЕТИКА
ЮРИСПРУДЕНЦИЯ
ЯЗЫКОЗНАНИЕ
РАЗНОЕ
КОНТАКТЫ

Pages:     | 1 ||

Флуоресцентные маркеры для молекулярной и клеточной биологии: флуоресцентные таймеры, постоянно флуоресцирующие и фотоактивируемые белки

-- [ Страница 2 ] --

обладающие большим стоксовым сдвигом. Гены, которые кодировали соответствующие белки, содержали одну или две аминокислотные замены в позициях 165 и (или) 167. Характер спектров возбуждения флуоресценции свидетельствует о том, у большинства мутантных белков хромофор был протонирован даже при нейтральных рН.

7.4. Использование белков LSSmKatе1 и LSSmKate2 для визуализации процессов, происходящих в живых клетках.

Для того, чтобы оценить перспективность использования белков LSSmKatе1 и LSSmKate2 для визуализации процессов, происходящих в живых клетках, были созданы белки слияния вариантов LSSmKatе с -актином, -актинином, паксиллином, кератином, -тубулином, гистоном H2B и цитохром C оксидазой. Эти конструкции слияния хорошо встраивались в соответствующие эндогенные клеточные структуры.

Это свидетельствует о том, что белки LSSmKatе в клетках остаются мономерами, в отличие от mKeima, склонного к димеризации.

Яркость и фотостабильность белков LSSmKatе позволяет проводить эксперименты по визуализации внутриклеточной динамики в течение длительных промежутков времени. Наблюдение митохондрий, меченных белками LSSmKate, в течение 40 мин с использованием эпифлуоресцентного микроскопа показало Рис. 16. (А) Изображение клеток MTLn3 со стабильной экспрессией белков слияния сигнала ядерной локализации с LSSmKate (красный), -1,4-галактозилтрансферазы с ECFP (синий) и флуоресцеин-декстраном (кровеносные сосуды, зеленый) показывает пары ядро-аппарат Гольджи (желтые стрелки) выстроившиеся в линию по соседству с кровеносным сосудом опухоли.

(Б) Диаграмма, демонстрирующая метод расчета угла оси ядро-комплекс Гольджи относительно оси, направленной перпендикулярно к кровеносному сосуду.

Расстояния ядро-сосуд рассчитывали по линейным сегментам (пример показан на (А), линии обозначенные желтыми точками отмечены как 1, 2 и 3). (В) Анализ углов ориентации ядро-аппарат Гольджи-сосуд.

Горизонтальная ось показывает расстояния от сосуда к ядру, вертикальная ось показывает количество пар ядро-аппарат Гольджи, характеризующихся малым (90°, черные столбцы) или большим углом (90°, серые столбцы), рассчитанным относительно ближайшего сегмента сосуда. Столбцы (Г) показывают отношение количества пар с малым углом (90°) к количеству пар с большим углом (90°) в пределах 0-40 мкм для различных сегментов сосуда.

отсутствие заметного фотообесвечивания. Фотостабильность LSS-mKatе1 и LSS mKatе2 в живых клетках линии HeLa при высокой мощности возбуждающего света была в 3,6 и в 2 раза выше по сравнению с ECFP.

Для проверки возможности применения белков LSSmKatе в качестве дополнительного красного маркера вместе с существующими красными FP со стандартным стоксовым сдвигом конструкции белков слияния LSSmKatе и mKeima были одновременно экспрессированы вместе с конструкциями mCherry, TagRFP и mKate. Два набора фильтров позволили визуализировать оба белка LSSmKatе с белками mCherry, TagRFP или mKate без перекрывания сигналов между каналами. С другой стороны, использование света с длиной волны 570/30 для возбуждения красных FP со стандартным стоксовым сдвигом приводило также к возникновению заметной флуоресценции mKeima.

Клетки аденокарциномы молочной железы человека MDA-MB-231 и крысы MTLn3, стабильно экспрессирующие белки LSSmKatе, локализованные в цитоплазме либо в ядрах клеток, имели нормальную скорость пролиферации и подвижность в культуре. Это свидетельствует о низкой цитотоксичности FP. Уровень флуоресценции LSSmKate в стабильных клеточных линиях не претерпевал заметных изменений в течение как минимум нескольких клеточных делений.

7.5. Многоцветовая двухфотонная микроскопия в живых мышах.

В клетках MTLn3 были со-экспрессированы 3 химерные конструкции с разными FP: LSSmKate1 и LSSmKate2 – в ядрах, ECFP – в комплексе Гольджи и EGFP – в цитоплазме. Смесь полученных флуоресцентных клеток была трансплантирована в молочную железу SCID мышей. Кожа возле выросшей опухоли была заменена на оптическое стекло, что позволяло проводить двухфотонную микроскопию раковых клеток живой мыши в течение двух недель.

Анализ изображений показал, что LSSmKate белки локализованы в ядрах и присутствуют практически во всех клетках опухоли. Яркость LSSmKate2 in vivo оказалась в два раза выше яркости LSSmKate1, что соответствует соотношению яркостей данных белков in vitro. По мере проникновения вглубь ткани яркость ECFP и EGFP уменьшалась сильнее, чем яркость белков LSSmKate. На глубине 100 мкм флуоресценция ECFP и EGFP практически не детектировалась. Разрешение снимков опухоли позволяло определить положение каждой клетки и расположение в ней ядра, комплекса Гольджи и цитоплазмы. Это преимущество высокого разрешения было использовано для изучения движения индивидуальных раковых клеток и исследования взаимного расположения органелл клеток in vivo.

Имеются данные о том, что комплекс Гольджи находится впереди ядра во время миграции клеток, вызванной искусственным повреждением тканей (ранением) (Nobes et al., 1999). Было также установлено, что поляризация раковых клеток происходит в непосредственной близости к кровеносным сосудам (Wyckoff et al., 2000). Поэтому мы проанализировали взаимное расположение клеток относительно ближайшего кровеносного сосуда как функцию угла между вектором, соединяющим ядро и комплекс Гольджи, и вектором, направленным перпендикулярно кровеносному сосуду (Рис. 16А, Б). Результаты свидетельствуют о преимущественной поляризации MTLn3 клеток относительно кровеносного сосуда на расстоянии менее 40 мкм до него (рис. 16В, Г).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ В данной работе разработаны новые мономерные флуоресцентные белки трёх различных групп: перманентно флуоресцентные белки, флуоресцентные белки таймеры и фотоактивируемые флуоресцентные белки (Tаблица 1).

Каждый белок был охарактеризован спектроскопически, фотохимически и биохимически. Основные представители групп белков были закристаллизованы, определены хиические структуры их хромофоров и предложены молекулярные механизмы поведения этих белков. Все созданные белки были исследованы в клетках млекопитающих, экспресированные свободно в цитоплазме и в качестве белков слияния. Основные представители групп были использованы для решения актуальных задач клеточной биологии. Более того, полученные белки были применены в новых методах оптической микроскопии, таких как FRET, pcFRET, 2P, PALM и STED, многогоцветовой проточной цитофлуорометрии и флуоресцентной визуализации в животных.

Созданные FP, PAFP и FT существенно расширяют возможности современных методов получения флуоресцентных изображений в молекулярной и клеточной биологии и биомедицинских исследованиях. Новые белки можно применять для многоцветового мечения молекул, органелл, клеток и организмов в широком диапазоне видов прокариот и эукариот. Предложенные автокаталитические и фотохимические механизмы формирования и функционирования хромофоров позволят разработать стратегии дизайна следующего поколения генетически кодируемых флуоресцентных зондов.

Tаблица 1. Свойства флуоресцентных белков, созданных в данной работе.

в, Дополнительный Exmaxа, нм Emmaxб, нм QYг Яркостьд pKa Белок 1 параметр M cм Время Перманентно флуоресцентные белки полусозревания, ч mTagBFP 399 456 52 000 0,63 32 2,7 0, LSSmKate1 463 624 31 200 0,08 2,5 3,2 1, LSSmKate2 460 605 26 000 0,17 4,5 2,7 2, TagRFP657 611 657 34 000 0,10 3,4 5,0 2, Время Флуоресцентные белки-таймеры перехода е, ч 402 465 33 400 0,35 12 2,6 9, SlowFT 583 604 84 200 0,05 4 4,6 401 464 44 800 0,41 18 2,7 1, MediumFT 579 600 73 100 0,08 6 4,7 3, 403 466 49 700 0,30 15 2,8 0, FastFT 583 606 75 300 0,09 7 4,1 7, Свет Фотоактивируемые флуоресцентные белки переключения PAmCherry1 564 595 18 000 0,46 8 6,3 фиолетовый PAmCherry2 570 596 24 000 0,53 13 6,2 фиолетовый PAmCherry3 570 596 21 000 0,24 5 6.2 фиолетовый PATagRFP 562 595 66 000 0,38 25 5,3 фиолетовый 10- 440 585 15 300 0,02 - оранжевый rsTagRFP 567 585 36 800 0,11 4 6.6 синий а Максимум возбуждения флуоресценции;

бМаксимум эмиссии флуоресценции;

в Коэффициент молярной экстинкции;

гКвантовый выход;

дМолекулярная яркость флуоресцентного белка, определяемая как произведение квантового выхода на коэффициент молярной экстинкции, делённая на 1000;

еВремя достижения максимальной флуоресценции для синих форм и время, соответствующее формированию половины от максимальной флуоресценции, для красных форм.

ВЫВОДЫ 1. Разработаны методы направленной молекулярной эволюции, которые в сочетании с высокоэффективным скринингом с использованием проточной цитофлуорометрии позволили создать мономерные флуоресцентные белки с улучшенными и принципиально новыми фотохимическими и фотофизическими свойствами на основе перманентно флуоресцирующих белков: фотоактивируемые флуоресцентные белки, флуоресцентные белки-таймеры и дальне-красные флуоресцентные белки.

2. Разработан рациональный молекулярный подход формирования путей переноса протона в возбужденном состоянии, позволяющий получать флуоресцентные белки, обладающие заданными спектральными характеристиками и большим стоксовым сдвигом.

3. Создан мономерный синий флуоресцентный белок mTagBFP, который обладает наибольшей яркостью в синем спектральном диапазоне по сравнению с существующими аналогами, и содержит хромофор, образованный имдазольным кольцом и N-ацилиминовой группой. Показано, что исключение фенольного кольца тирозинового остатка 64 из системы сопряженных -связей приводит к формированию хромофора, флуоресцирующего в синей области спектра.

4. Установлено, что формирование DsRed-подобного хромофора в красных перманентно флуоресцирующих и фотоактивируемых белках осуществляется через стадию образования mTagBFP-подобного хромофора, флуоресцирующего в синей области спектра.

5. Созданы мономерные флуоресцентные белки-таймеры, позволяющие изучать пространственно-временные характеристики внутриклеточных процессов и возраст внутриклеточных белковых молекул.

6. Создан красный фотопереключаемый флуоресцентный белок, фотоконверсия которого сопровождается существенным, но обратимым изменением формы спектра поглощения. Показана возможность использования этого белка в качестве акцептора в новом методе фотохромного безызлучательно-резонансного переноса энергии для изучения межбелковых взаимодействий в живых клетках.

7. Созданы мономерные фотоактивируемые красные флуоресцентные белки, являющиеся исключительно перспективными маркерами для селективного внутриклеточного мечения молекул в микроскопии сверхвысокого разрешения PALM.

8. Создан мономерный дальне-красный флуоресцентный белок, оптимизированный для использования со стандартными красными лазерными источниками света, применяемыми в проточной цитофлуорометрии, для неинвазивной визуализации клеток в живых организмах и в микроскопии сверхвысокого разрешения STED.

9. Созданы мономерные красные флуоресцентные белки с большим стоксовым сдвигом, позволяющие осуществлять визуализацию процессов в живых тканях с субклеточным разрешением в режиме реального времени.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Обзоры:

1. Петкевич К.Д., Ефременко Е.Н., Верхуша В.В. и Варфоломеев С.Д. Красные флуоресцентные белки и их свойства. Успехи химии 2010, 79: 273-290.

2. Piatkevich K.D. and Verkhusha V.V. Advances in engineering of fluorescent proteins and photoactivatable proteins with red emission. Curr. Opin. Chem. Biol. 2010, 14:

23-29.

3. Stepanenko O.V., Verkhusha V.V., Kuznetsova I.M., Uversky V.N. and Turoverov К.К. Fluorescent proteins as biomarkers and biosensors: throwing color lights on molecular and cellular processes. Curr. Protein Pept. Sci. 2008, 9: 338-369.

4. Степаненко О.В., Верхуша В.В., Кузнецова И.М. и Туроверов К.К.

Флуоресцентные белки: физико-химические свойства и использование в клеточной биологии. Цитология 2007, 49: 395-420.

5. Lukyanov K.A., Chudakov D.M., Lukyanov S. and Verkhusha V.V. Photoactivatable fluorescent proteins. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2005, 6: 885-891.

6. Verkhusha V.V. and Lukyanov K.A. The molecular properties and applications of Anthozoa fluorescent proteins and chromoproteins. Nat. Biotechnol. 2004, 22: 289 296.

Главы в книгах:

7. Lyagin I., Gudkov D., Verkhusha V. and Efremenko E. Genetic construct encoding the biosynthesis of N-His6-e-pHluorins-OPH in E.coli cells. In book: Chemical and Biochemical Physics, Kinetics and Thermodynamics: New Perspectives. (Scott P.E., Zaikov G.E., and Kablov V.F., Eds.), 2008, 83-90. Nova Science Publishers, NY, ISBN 1-60456-024-X.

8. Verkhusha V.V., Matz M.V., Sakurai T. and Lukyanov K.A. GFP-like fluorescent proteins and chromoproteins of the class Anthozoa. In book: Protein Structures:

Kaleidoscope of Structural Properties and Functions. (Uversky V.N., Ed.). 2003, 405 439. Research Signpost Publishers, ISBN 81-7736-1775.

Статьи:

9. Piatkevich K.D., Malashkevich V.N., Almo S.C. and Verkhusha V.V. Engineering ESPT pathways based on structural analysis of LSSmKate red fluorescent proteins with large Stokes shift. J. Am. Chem. Soc. 2010, 132: 10762-10770.

10. Morozova K.S., Piatkevich K.D., Gould T.G., Zhang J., Bewersdorf J. and Verkhusha V.V. Far-red fluorescent protein excitable with red lasers for flow cytometry and super-resolution STED nanoscopy. Biophys. J. 2010, 99: L13-L15.

11. Subach F.V., Zhang L., Gadella T.W.J., Gurskaya N.G., Lukyanov K.A. and Verkhusha V.V. Red fluorescent protein with reversibly photoswitchable absorbance for photochromic FRET. Chem. Biol. 2010, 17: 745-755.

12. Subach F.M., Patterson G.H., Renz M., Lippincott-Schwartz J. and Verkhusha V.V.

Bright monomeric photoactivatable red fluorescent protein for two-color super resolution sptPALM of live cells. J. Am. Chem. Soc. 2010, 132: 6481-6491.

13. Subach O.M., Malashkevich V.N., Zencheck W.D., Morozova K.S., Piatkevich K.D., Almo S.C. and Verkhusha V.V. Structural characterization of acylimine-containing blue and red chromophores in mTagBFP and TagRFP fluorescent proteins. Chem.

Biol. 2010, 17: 333-341.

14. Pletnev S., Subach F.V., Dauter Z., Wlodawer A. and Verkhusha V.V.

Understanding blue-to-red conversion in monomeric fluorescent timers and hydrolytic degradation of their chromophores. J. Am. Chem. Soc. 2010, 132: 2243-2253.

15. Piatkevich K.D., Hulit J., Subach O.M., Wu B., Abdulla A., Segall J.E. and Verkhusha V.V. Monomeric red fluorescent proteins with a large Stokes shift. Proc.

Natl. Acad. Sci. USA. 2010, 107: 5369-5374.

16. Subach F.V., Malashkevich V.N., Zencheck W.D., Xiao H., Filonov G.S., Almo S.C.

and Verkhusha V.V. Photoactivation mechanism of PAmCherry based on crystal structures of the protein in the dark and fluorescent states. Proc. Natl. Acad. Sci. USA.

2009, 106: 21097-21102.

17. Pletnev S., Morozova K.S., Verkhusha V.V. and Dauter Z. Rotational order-disorder structure of fluorescent protein FP480. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 2009, 65: 906-912.

18. He J., Vora M., Haney R.M., Filonov G.S., Musselman C.A., Burd C.G., Kutateladze A.G., Verkhusha V.V., Stahelin R.V. and Kutateladze T.G. Membrane insertion of the FYVE domain is modulated by pH. Proteins 2009, 76: 852-860.

19. Bogdanov A., Mishin A., Yampolsky I., Belousov V., Chudakov D., Subach F., Verkhusha V.V., Lukyanov S. and Lukyanov K.A. Green fluorescent proteins are light-induced electron donors. Nat. Chem. Biol. 2009, 5: 459-461.

20. Shcherbo D., Murphy C.S., Chepurnykh T.V., Shcheglov A.S., Verkhusha V.V., Pletnev V.Z., Hazelwood K.L., Lukyanov S., Davidson M.W. and Chudakov D.M.

Far-red fluorescent tags for protein imaging in living tissues. Biochem. J. 2009, 418:

567-574.

21. Telford W.G., Subach F.V. and Verkhusha V.V. Super-continuum white light lasers for flow cytometry. Cytometry 2009, 75A: 450-459.

22. Gould T.J., Verkhusha V.V. and Hess S.T. Imaging biological structures with fluorescence photoactivation localization microscopy. Nat. Protocols 2009, 4: 291 308.

23. Subach F.V., Patterson G.H., Manley S., Gillette J.M., Lippincott-Schwartz J. and Verkhusha V.V. Photoactivatable mCherry for high-resolution two-color fluorescence microscopy. Nat. Methods 2009, 6: 153-159.

24. Subach F.V., Subach O.M., Gundorov I.S., Morozova K.S., Piatkevich K.D., Cuervo A.M. and Verkhusha V.V. Monomeric fluorescent timers that change color from blue to red report on cellular trafficking. Nat. Chem. Biol. 2009, 5: 118-126.

25. Gould T.J., Gunewardene M.S., Gudheti M.V., Verkhusha V.V., Yin S.R., Gosse J.A. and Hess S.T. Nanoscale imaging of molecular positions and anisotropies. Nat.

Methods 2008, 5: 1027-1030.

26. Kedrin D., Gligorijevic B., Wyckoff J., Verkhusha V.V., Condeelis J., Segall J.E. and van Rheenen J. Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window. Nat. Methods 2008, 5: 1019-1021.

27. Subach O.M., Gundorov I.S., Yoshimura M., Subach F.V., Zhang J., Grenwald G., Souslova E.A., Chudakov D.M. and Verkhusha V.V. Conversion of red fluorescent protein into a bright blue probe. Chem. Biol. 2008, 15: 1116-1124.

28. Stepanenko O.V., Verkhusha V.V., Shavlovsky M.M., Kuznetsova I.M., Uversky V.N. and Turoverov K.K. Understanding the role of Arg96 in structure and stability of green fluorescent protein. Proteins 2008, 73: 539-551.

29. Pena P.V., Hom R.A., Hung T., Lin H., Kuo A.J., Wong R.P.C., Subach O.M., Champagne K.S., Zhao R., Verkhusha V.V., Li G., Gozani O. and Kutateladze T.G.

Histone H3K4me3 binding is required for the DNA repair and apoptotic activities of ING1 tumor suppressor. J. Mol. Biol. 2008, 380: 303-312.

30. Kapoor V., Karpov V., Linton C., Subach F.V., Verkhusha V.V. and Telford W.G.

Solid state yellow and orange lasers for flow cytometry. Cytometry 2008, 73A: 570 577.

31. Mishin A.S., Subach F.V., Yampolsky I.V., King W., Lukyanov K.A. and Verkhusha V.V. The first mutant of the Aequorea victoria green fluorescent protein that forms a red chromophore. Biochemistry 2008;

47: 4666-4673.

32. Hom R.A, Vora M., Regner M., Subach O.M., Cho W., Verkhusha V.V., Stahelin R.V. and Kutateladze T.G. pH-dependent binding of the epsin ENTH domain and the AP180 ANTH domain to PI(4,5)P2-containing bilayers. J. Mol. Biol. 2007, 373: 412 423.

33. Kapoor V., Subach F.V., Kozlov V.G., Grudinin A., Verkhusha V.V. and Telford W.G. New lasers for flow cytometry: filling the gaps. Nat. Methods 2007, 4: 678-679.

34. Невзглядова О.В., Артемов А.В., Зенин В.В., Верхуша В.В., Шавловский М.М., Поварова О.И., Степаненко О.В., Кузнецова И.М. и Туроверов К.К. Экспрессия рекомбинантного актина 5С из дрозофилы в метилотрофных дрожжах Pichia pastoris. Цитология 2007, 49: 300-310.

35. Gurskaya N.G., Verkhusha V.V., Shcheglov A.S., Staroverov D.B., Chepurnykh T.V., Fradkov A.F., Lukyanov S. and Lukyanov K.A. Engineering of a monomeric green-to-red photoactivatable fluorescent protein induced by blue light. Nat.

Biotechnol. 2006, 24: 461-465.

36. Lee S.A., Eyeson R., Cheever M.L., Geng J., Verkhusha V.V., Burd C., Overduin M.

and Kutateladze T.G. Targeting of the FYVE domain to endosomal membranes is regulated by a histidine switch. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2005, 102: 13052-13057.

37. Verkhusha V.V. and Sorkin A. Conversion of the monomeric red fluorescent protein into a photoactivatable probe. Chem. Biol. 2005, 12: 279-285.

38. Stepanenko O.V., Verkhusha V.V., Kazakov V.I., Shavlovsky M.M., Kuznetsova I.M., Uversky V.N. and Turoverov K.K. Comparative studies on the structure and stability of fluorescent proteins EGFP, zFP506, mRFP1, dimer2 and DsRed.

Biochemistry 2004, 43: 14913-14923.

39. Galperin E., Verkhusha V.V. and Sorkin A. Three-chromophore FRET microscopy to analyze multiprotein interactions in living cells. Nat. Methods 2004, 1: 209-217.

40. Chudakov D.M., Verkhusha V.V., Staroverov D.B., Lukyanov S. and Lukyanov K.A. Photoswitchable fluorescent label for protein tracking. Nat. Biotechnol. 2004, 22: 1435-1439.

41. Verkhusha V.V., Chudakov D.M., Gurskaya N.G., Lukyanov S. and Lukyanov K.A.

Common pathway for the red chromophore formation in the fluorescent proteins and chromoproteins. Chem. Biol. 2004, 11: 845-854.

42. Verkhusha V.V., Pozhitkov A.E., Smirnov S.A., Borst J.W., van Hoek A., Klyachko N.L., Levashov A.V. and Visser A.J. Effect of high pressure and reversed micelles on the fluorescent proteins. Biochim. Biophys. Acta 2003, 1622: 192-195.

43. Verkhusha V.V., Kuznetsova I.M., Stepanenko O.V., Zaraisky A.G., Shavlovsky M.M., Turoverov K.K. and Uversky V.N. High stability of Discosoma DsRed as compared to Aequorea EGFP. Biochemistry 2003, 42: 7879-7884.

44. Bulina M.E., Verkhusha V.V., Staroverov D.B., Chudakov D.M. and Lukyanov K.A.

Heterooligomeric tagging diminishes non-specific aggregation of target proteins fused with Anthozoa fluorescent proteins. Biochem. J. 2003, 371: 109-114.

45. Verkhusha V.V., Shavlovsky M.M., Nevzglyadova O.V., Gaivoronsky A.A., Artemov A.V., Stepanenko O.V., Kuznetsova I.M. and Turoverov K.K. Expression of recombinant GFP-actin fusion protein in the methylotrophic yeast Pichia pastoris.

FEMS Yeast Res. 2003, 3: 105-111.

46. Fradkov A.F., Verkhusha V.V., Staroverov D.B., Bulina M.E., Yanushevich Y.G., Martynov V.I., Lukyanov S. and Lukyanov K.A. Far-red fluorescent tag for protein labelling. Biochem. J. 2002, 368: 17-21.

47. Верхуша В.В., Аковбян Н.А., Ефременко Е.Н., Варфоломеев С.Д. и Вржещ П.В.

Кинетический анализ созревания и денатурации красного флуоресцентного белка DsRed. Биохимия 2001, 66: 1659-1670.

48. Verkhusha V.V., Otsuna H., Awasaki T., Oda H., Tsukita S. and Ito K. An enhanced mutant of red fluorescent protein DsRed for double labeling and developmental timer of neural fiber bundle formation. J. Biol. Chem. 2001, 276: 29621-29624.

49. Vrzheshch P.V., Abovikyan N.A., Varfolomeyev S.D. and Verkhusha V.V.

Denaturation and partial renaturation of a tightly tetramerized DsRed protein under mildly acidic conditions. FEBS Letters 2000, 487: 203-208.

50. Варфоломеев С.Д., Ефременко Е.Н., Верхуша В.В. и Вржещ П.В.

Синтетические аналоги аминокислот в клетках и белках. Вестн. Моск. Ун-та 2000, 41: 352-354.

51. Verkhusha V.V., Tsukita S. and Oda H. Analysis of cytoskeleton dynamics and cell migration in Drosophila ovaries using GFP-actin and E-cadherin-GFP fusion molecules. Proc. SPIE 1999, 3604: 130-139.

52. Verkhusha V.V., Tsukita S. and Oda H. Actin dynamics in lamellipodia of migrating border cells in the Drosophila ovaries revealed by a GFP-actin fusion protein. FEBS Letters 1999, 445: 395-401.

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ Ai H.W., Shaner N.C., et al. (2007) Biochemistry 46: 5904–5910.

Ai H.W., Hazelwood K.L., et al. (2008) Nat. Methods 5: 401-403.

Ando R., Mizuno H., Miyawaki A. (2004) Science 306: 1370–1373.

Barondeau D.P., Kassmann C.J., et al. (2007) J. Am. Chem. Soc. 129: 3118-3126.

Drobizhev M., Tillo S., Makarov N.S., et al. (2009) J. Phys. Chem. B 113: 855–859.

Eskelinen E. et al. (2002) Mol. Biol. Cell 13: 3355–3368.

Gordon G.W., Berry G., Liang X.H., et al. (1998) Biophys. J. 74: 2702–2713.

Henderson J.N., Osborn M.F., et al. (2009) J. Am. Chem. Soc. 131: 13212–13213.

Heuser J.E., Anderson R.G. (1989) J. Cell Biol. 108: 389–400.

Hosoi H., Mizuno H., et al. (2006) J. Phys. Chem. B 110: 22853–22860.

Karasawa S., Araki T., Nagai T., et al. (2004) Biochem. J. 381: 307–312.

Kirchhausen T. (2000) Annu. Rev. Biochem. 69: 699–727.

Kogure T., Karasawa S., Araki T., et al. (2006) Nat. Biotechnol. 24: 577–581.

Lin M.Z., McKeown M.R., Ng H.-L., et al. (2009) Chem. Biol. 16: 1169–1179.

Mao S., Benninger R.K., Yan Y., et al. (2008) Biophys. J. 94: 4515–4524.

Matz M.V., Fradkov A.F., Labas Y.A., et al. Nat. Biotechnol. (1999) 17: 969-973.

Mena M.A., Treynor T.P., et al. (2006) Nat. Biotechnol. 24: 1569–1571.

Merzlyak E.M., Goedhart J., Shcherbo D., et al. (2007) Nat. Methods 4: 555–557.

Nguyen A.W., Daugherty P.S. (2005) Nat. Biotechnol. 23: 355–360.

Nobes C.D., Hall A. (1999) J. Cell Biol. 144: 1235–1244.

Ohashi T., Galiacy S.D., et al. (2007) Protein Sci. 16: 1429–1438.

Ormo M., Cubitt A.B., Kallio K., et al. (1996) Science 273: 1392-1395.

Patterson G.H., Piston D.W., Barisas B.G. (2000) Anal. Biochem. 284: 438–440.

Patterson G.H., Lippincott-Schwartz J. (2002) Science 297: 1873–1877.

Remington S.J. (2006) Curr. Opin. Struct. Biol. 16: 714–721.

Rizzo M.A., Springer G.H., et al. (2004) Nat. Biotechnol. 22: 446-449.

Shaner N.C., Campbell R.E.;

et al. (2004) Nat. Biotechnol. 22: 1567–1572.

Shcherbo D., Merzlyak E.M., et al. (2007) Nat. Methods 4: 741–746.

Shi X., Abbyad P., Shu X., et al. (2007) Biochemistry 46: 12014–12025.

Sorkin A., McClure M., Huang F., Carter R. (2000) Curr. Biol. 10: 1395–1398.

Stiel A.C., Andresen M., Bock H., et al. (2008) Biophys. J. 95: 2989–2997.

Terskikh A., Fradkov A., Ermakova G., et al. (2000) Science 290: 1585–1588.

Tsien R.Y. (1998) Annu. Rev. Biochem. 67: 509-544.

van Thor J.J., Gensch T., et al. (2002) Nat. Struct. Biol. 9: 37-41.

Wiedenmann J., et al. (2004) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 101: 15905–15910.

Wiehler J., Jung G., Seebacher C., et al. (2003) ChemBioChem. 4: 1164–1171.

Wyckoff J.B., Jones J.G., et al. (2000) Cancer Res. 60: 2504–2511.

Yamazaki T., Zaal K., Hailey D., et al. (2002) J. Cell Sci. 115: 1791–1802.

Yampolsky I.V., Kislukhin A.A., et al. (2008) Bioorg. Chem. 36: 96–104.

Yarbrough D., Wachter R.M., et al. (2001) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98: 462–467.

Zapata-Hommer O., Griesbeck O. (2003) BMC Biotechnol. 3: 5.

Zipfel W.R., Williams R.M., Webb W.W. (2003) Nat. Biotechnol. 21: 1369-1377.



Pages:     | 1 ||
 




 
2013 www.netess.ru - «Бесплатная библиотека авторефератов кандидатских и докторских диссертаций»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.